Technologieplattform Kryo-Elektronenmikroskopie

Wir ermöglichen Forschenden, die Kryo-EM in ihrem eigenen Forschungsportfolio nutzen möchten, unabhängig in unserer Einrichtung zu arbeiten. Dafür haben wir praktische und theoretische Kurse für die Datenaufnahme und Datenanalyse auf verschiedenen Niveaus erarbeitet. Wir unterstützen zudem Technologieprojekte, die Synergien zwischen der Kryo-Elektronenmikroskopie-Plattform und dem Wissenschaftscampus Bahrenfeld schaffen und durch Drittmittel finanziert werden.

Unser Team der Technologieplattform Kryo-Elektronenmikroskopie freut sich, Forschenden die Möglichkeiten zu bieten, durch den Einsatz von Kryo-Elektronenmikroskopie einen wertvollen Beitrag zu ihren Forschungsprojekten zu leisten. Wir unterstützen Sie gerne bei der Planung und Durchführung von Experimenten und bei der Datenanalyse.

Bei Fragen wenden Sie sich bitte an cryoem"AT"cssb-hamburg.de.

12. bis 16. Januar 2026
Scipion Course am CSSB

09. bis 20. Februar 2026
Grundprinzipien und praktische Aspekte der CryoEM-SPA und Tomographie (Modul 62-485.1)

2023

Ferreira JL, Prazak V, Vasishtan D, Siggel M, Hentzschel F, Binder AM, Pietsch E, Kosinski J, Frischknecht F, Gilberger TW, Grunewald K (2023) Variable microtubule architecture in the malaria parasite. Nat Commun 14: 1216 doi: 10.1038/s41467-023-36627-5

Seyfert CE, Porten C, Yuan B, Deckarm S, Panter F, Bader CD, Coetzee J, Deschner F, Tehrani KHME, Higgins PG, Seifert H, Marlovits TC, Herrmann J, Muller R (2023) Darobactins Exhibiting Superior Antibiotic Activity by Cryo-EM Structure Guided Biosynthetic Engineering. Angew Chem Int Edit 6210.1002/anie.202214094

Williams HM, Thorkelsson SR, Vogel D, Milewski M, Busch C, Cusack S, Grunewald K, Quemin ERJ, Rosenthal M (2023) Structural insights into viral genome replication by the severe fever with thrombocytopenia syndrome virus L protein. Nucleic Acids Research 51: 1424-1442 doi: 10.1093/nar/gkac1249

2022

Bucker R, Seuring C, Cazey C, Veith K, Garcia-Alai M, Grunewald K, Landau M (2022) The Cryo-EM structures of two amphibian antimicrobial cross-beta amyloid fibrils. Nature Communications 13ARTN 4356 10.1038/s41467-022-32039-z

Franken LE, Rosch R, Laugks U, Grunewald K (2022) Protocol for live-cell fluorescence-guided cryoFIB-milling and electron cryo-tomography of virus-infected cells. STAR Protoc 3: 101696 doi: 10.1016/j.xpro.2022.101696

Killer M, Finocchio G, Mertens HDT, Svergun DI, Pardon E, Steyaert J, Loew C (2022) Cryo-EM Structure of an Atypical Proton-Coupled Peptide Transporter: Di- and Tripeptide Permease C. Front Mol Biosci 9ARTN 917725 10.3389/fmolb.2022.917725

Niebling S, Veith K, Vollmer B, Lizarrondo J, Burastero O, Schiller J, Garcia AS, Lewe P, Seuring C, Witt S, Garcia-Alai M (2022) Biophysical Screening Pipeline for Cryo-EM Grid Preparation of Membrane Proteins. Front Mol Biosci 9ARTN 882288 10.3389/fmolb.2022.882288

Pazicky S, Alder A, Mertens H, Svergun DI, Gilberger T, Low C (2022) N-terminal phosphorylation regulates the activity of Glycogen Synthase Kinase 3 from Plasmodium falciparum. Biochem J 10.1042/BCJ20210829

Villalta A, Schmitt A, Estrozi LF, Quemin ER, Alempic JM, Lartigue A, Prazak V, Belmudes L, Vasishtanm D, Colmant AM, Honore FA, Coute Y, Grunewald K, Abergel C (2022) The giant mimivirus 1.2 Mb genome is elegantly organized into a 30-nm diameter helical protein shield. Elife 11ARTN e77607 10.7554/eLife.77607

Wald J, Fahrenkamp D, Goessweiner-Mohr N, Lugmayr W, Ciccarelli L, Vesper O, Marlovits TC (2022) Mechanism of AAA plus ATPase-mediated RuvAB-Holliday junction branch migration. Nature 609: 630-+ doi: 10.1038/s41586-022-05121-1

2021

Albers S, Beckert B, Matthies MC, Mandava CS, Schuster R, Seuring C, Riedner M, Sanyal S, Torda AE, Wilson DN, Ignatova Z (2021) Repurposing tRNAs for nonsense suppression. Nature Communications 1210.1038/s41467-021-24076-x

Ayyer K, Xavier PL, Bielecki J, Shen Z, Daurer BJ, Samanta AK, Awel S, Bean R, Barty A, Bergemann M, Ekeberg T, Estillore AD, Fangohr H, Giewekemeyer K, Hunter MS, Karnevskiy M, Kirian RA, Kirkwood H, Kim Y, Koliyadu J, Lange H, Letrun R, Lubke J, Michelat T, Morgan AJ, Roth N, Sato T, Sikorski M, Schulz F, Spence JCH, Vagovic P, Wollweber T, Worbs L, Yefanov O, Zhuang YL, Maia FRNC, Horke DA, Kupper J, Loh ND, Mancuso AP, Chapman HN (2021) 3D diffractive imaging of nanoparticle ensembles using an x-ray laser. Optica 8: 15-23 doi: 10.1364/Optica.410851

Bunduc CM, Fahrenkamp D, Wald J, Ummels R, Bitter W, Houben ENG, Marlovits TC (2021) Structure and dynamics of a mycobacterial type VII secretion system. Nature 593: 445-448 doi: 10.1038/s41586-021-03517-z

Killer M, Wald J, Pieprzyk J, Marlovits TC, Low C (2021) Structural snapshots of human PepT1 and PepT2 reveal mechanistic insights into substrate and drug transport across epithelial membranes. Sci Adv 7: eabk3259 doi: 10.1126/sciadv.abk3259

Kotov V, Lunelli M, Wald J, Kolbe M, Marlovits TC (2021) Helical reconstruction of Salmonella and Shigella needle filaments attached to type 3 basal bodies. Biochem Biophys Rep 27: 101039 doi: 10.1016/j.bbrep.2021.101039

Kotov V, Mlynek G, Vesper O, Pletzer M, Wald J, Teixeira-Duarte CM, Celia H, Garcia-Alai M, Nussberger S, Buchanan SK, Morais-Cabral JH, Loew C, Djinovic-Carugo K, Marlovits TC (2021) In-depth interrogation of protein thermal unfolding data with MoltenProt. Protein Sci 30: 201-217 doi: 10.1002/pro.3986

Kouba T, Vogel D, Thorkelsson SR, Quemin ERJ, Williams HM, Milewski M, Busch C, Gunther S, Grunewald K, Rosenthal M, Cusack S (2021) Conformational changes in Lassa virus L protein associated with promoter binding and RNA synthesis activity. Nat Commun 12: 7018 doi: 10.1038/s41467-021-27305-5

Miletic S, Fahrenkamp D, Goessweiner-Mohr N, Wald J, Pantel M, Vesper O, Kotov V, Marlovits TC (2021) Substrate-engaged type III secretion system structures reveal gating mechanism for unfolded protein translocation. Nat Commun 12: 1546 doi: 10.1038/s41467-021-21143-1

Pfitzner S, Bosse JB, Hofmann-Sieber H, Flomm F, Reimer R, Dobner T, Gruenewald K, Franken LE (2021) Human Adenovirus Type 5 Infection Leads to Nuclear Envelope Destabilization and Membrane Permeability Independently of Adenovirus Death Protein. International Journal of Molecular Sciences 22ARTN 13034 10.3390/ijms222313034

Prazak V, Grunewald K, Kaufmann R (2021) Correlative super-resolution fluorescence and electron cryo-microscopy based on cryo-SOFI. Methods Cell Biol 162: 253-271 doi: 10.1016/bs.mcb.2020.10.021

Silvester E, Vollmer B, Prazak V, Vasishtan D, Machala EA, Whittle C, Black S, Bath J, Turberfield AJ, Grunewald K, Baker LA (2021) DNA origami signposts for identifying proteins on cell membranes by electron cryotomography. Cell 184: 1110-1121 e1116 doi: 10.1016/j.cell.2021.01.033

Yuan B, Portaliou AG, Parakra R, Smit JH, Wald J, Li YC, Srinivasu B, Loos MS, Dhupar HS, Fahrenkamp D, Kalodimos CG, van Hoa FD, Cordes T, Karamanou S, Marlovits TC, Economou A (2021) Structural Dynamics of the Functional Nonameric Type III Translocase Export Gate. Journal of Molecular Biology 433ARTN 167188 10.1016/j.jmb.2021.167188

2020

Franken LE, Grunewald K, Boekema EJ, Stuart MCA (2020) A Technical Introduction to Transmission Electron Microscopy for Soft-Matter: Imaging, Possibilities, Choices, and Technical Developments. Small: e1906198 doi: 10.1002/smll.201906198

Lunelli M, Kamprad A, Burger J, Mielke T, Spahn CMT, Kolbe M (2020) Cryo-EM structure of the Shigella type III needle complex. PLoS Pathog 16: e1008263 doi: 10.1371/journal.ppat.1008263

Quemin ERJ, Machala EA, Vollmer B, Prazak V, Vasishtan D, Rosch R, Grange M, Franken LE, Baker LA, Grunewald K (2020) Cellular Electron Cryo-Tomography to Study Virus-Host Interactions. Annu Rev Virol 7: 239-262 doi: 10.1146/annurev-virology-021920-115935

Vogel D, Thorkelsson SR, Quemin ERJ, Meier K, Kouba T, Gogrefe N, Busch C, Reindl S, Gunther S, Cusack S, Grunewald K, Rosenthal M (2020) Structural and functional characterization of the severe fever with thrombocytopenia syndrome virus L protein. Nucleic Acids Res 48: 5749-5765 doi: 10.1093/nar/gkaa253

Vollmer B, Prazak V, Vasishtan D, Jefferys EE, Hernandez-Duran A, Vallbracht M, Klupp BG, Mettenleiter TC, Backovic M, Rey FA, Topf M, Grunewald K (2020) The prefusion structure of herpes simplex virus glycoprotein B. Sci Adv 610.1126/sciadv.abc1726

Wolff G, Limpens R, Zevenhoven-Dobbe JC, Laugks U, Zheng S, de Jong AWM, Koning RI, Agard DA, Grunewald K, Koster AJ, Snijder EJ, Barcena M (2020) A molecular pore spans the double membrane of the coronavirus replication organelle. Science 369: 1395-1398 doi: 10.1126/science.abd3629

2019

Moser, F., Prazak, V., Mordhorst, V., Andrade, D. M., Baker, L.A., Hagen, C., Grunewald, K., Kaufmann, R. (2019): Cryo-SOFI enabling low-dose super-resolution correlative light and electron cryo-microscopy. Proc Natl Acad Sci U S A 116: 4804-4809 doi: 10.1073/pnas.1810690116

Nikolaus Goessweiner-Mohr VK, Matthias J. Brunner, Julia Mayr, Jiri Wald, Lucas Kuhlen, Sean Miletic, Oliver Vesper, Wolfgang Lugmayr Samuel Wagner, Frank DiMaio, Susan Lea, Thomas C., Marlovits (2019) Structural control for the coordinated assembly into functional pathogenic type-3 secretion systems. BioArxiv https://doi.org/10.1101/714097

Die Kryo-EM Technologieplattform bietet Zugang zu folgenden Mikroskopen, die alle über Fernzugriff bedient werden können:

Talos L120C

Thermo Fisher Scientific, mit 120 kV Beschleunigungsspannung und thermionische LaB6-Quelle

Es handelt sich um ein Screening-Mikroskop der Einstiegsklasse mit einer Ceta-Kamera, welches hauptsächlich für negativkontrastierte Proben, aber auch für Kryo-EM mit Seiteneintrittshalter genutzt wird. Dieses Mikroskop wird hauptsächlich für Schulungszwecke und die Bewertung der Probenpräparation in der Einzelpartikelanalyse verwendet. Das Mikroskop ist mit einem Lambda-Detektor der Firma X-Spektrum (DESY) für die Aufnahme von Beugungsdaten ausgestattet, was die Aufnahme von Beugungsdaten erlaubt. Zu den Softwareoptionen gehören SerialEM und Velox.

Talos Arctica

Thermo Fisher Scientific, mit 200 kV Beschleunigungsspannung und Feldemissionsquelle (X-FEG)

Es ist mit einem Autoloader, einem Falcon IVi Direktelektronendetektor und einer Phasenplatte ausgestattet. Dieses Mikroskop wird hauptsächlich für die Kryo-EM-Probenoptimierung und die Einzelpartikelanalyse eingesetzt. Zu den Softwareoptionen gehören gängige Thermo-Fisher-basierte Softwarelösungen und SerialEM. 

Titan Krios G3

Thermo Fisher Scientific, mit 300 kV Beschleunigungsspannung und Feldemissionsquelle (X-FEG)

Spitzenmikroskop mit Autoloader, Bioquantum-Energiefilter, K3-Direktelektronendetektor, Phasenplatte, „Fringe-Free imaging“ und Zweiachsen-Probenhalter. Dieses Mikroskop wird für die Erfassung von Kryo-EM-Einzelpartikel- und Tomographiedaten verwendet. Zu den Softwareoptionen gehören Thermo-Fisher-basierte-Lösungen und SerialEM.

Titan Krios G3i

Thermo Fisher Scientific, 300 kV Beschleunigungsspannung und Feldemissionsquelle (X-FEG)

Spitzenmikroskop mit Autoloader, Bioquantum-Energiefilter, K3-Direktdetektor, Phasenplatte und „Fringe-Free imaging“. Dieses Mikroskop wird für die Erfassung von Kryo-EM-Einzelpartikel- und Tomographiedaten verwendet. Zu den Software-Optionen gehören TFS  Software-Lösungen und SerialEM.

Aquilos 2 Cryo-FIB

Thermo Fisher Scientific

Ein Cryo-DualBeam-System mit fokussiertem Ionenstrahl und Rasterelektronenmikroskop (FIB-SEM) für die Präparation von dünnen Lamellen von vitrifizierten Zellen für die anschließende Elektronen-Kryo-Tomographie. Ein integriertes Fluoreszenzlichtmikrsokop für korrelative Studien, und cryo-Liftout für die Präparierung dickerer Proben steht zur Verfügung. Diverse Thermo-Fisher-basierte-Software Lösungen stehen zur Verfügung

Arctis Cryo-Plasma FIB-SEM

Thermo Fisher Scientific

Das Arctis Cryo-Plasma System von ThermoFisher Scientific ist ein hochautomatisiertes Plasma FIB System (wahlweise mit Xenon-, Sauerstoff- oder Argon-Gasversorgung) und Rasterelektronenmikroskop. Ein integriertes Fluoreszenzlichtmikroskop erlaubt vereinfachtes Auffinden von Interessensgebieten, und ein automatisches Ladesystem für 12 Autogrids ermöglicht nahtlosen Transfer für die anschließende Elektronen-Kryo-Tomographie. Das Arctis wird gezielt für die Präparation von dünnen Lamellen von vitrifizierten Zellen oder dickeren Waffelproben eingesetzt. Die von Thermo Fisher speziell entwickelte Software-Lösung WebUI für vollständig automatisierte Lamellenbearbeitung, bietet eine Internet-basierte Lösung für externen Zugriff an. Die konventionellen Korrelations- und Ablationsprogramme Maps und AutoTEM stehen aber ebenfalls zur Verfügung.

Geräte für die Präparation von Proben und die Kultivierung von Säugetierzellen

Die Benutzenden haben weiterhin Zugang zu einer breiten Palette von Geräten für die Präparation von Proben und die Kultivierung von Säugetierzellen in BSL-1 und BSL-2 für letzte Präparationsschritte vor der Vitrifizierung. Dafür stehen zusätzliche Laborflächen zur Verfügung.